...

allergeni indoor nella polvere degli uffici

by user

on
Category: Documents
2

views

Report

Comments

Transcript

allergeni indoor nella polvere degli uffici
Linee Guida
ALLERGENI INDOOR NELLA POLVERE
DEGLI UFFICI
CAMPIONAMENTO E ANALISI
A cura di
Liliana Frusteri
Raffaella Giovinazzo
Revisione 0 del 21 maggio 2003
Consulenza Tecnica
Accertamento Rischi e Prevenzione
Questa pubblicazione è stata realizzata dalla Consulenza Tecnica Accertamento Rischi e Prevenzione
(CON.T.A.R.P.) ad uso dei professionisti e tecnici dell’INAIL
Gruppo di lavoro INAIL :
Barca Simona (Direzione Regionale per il Lazio, CONTARP)
Frusteri Liliana (Direzione Generale, CONTARP)
Giovinazzo Raffaella (Direzione Generale, CONTARP)
Guerrera Elena (Direzione Regionale per l'Umbria, CONTARP)
Mameli Marina (Direzione Regionale per la Toscana, CONTARP)
Sarto Daniela (Direzione Regionale per la Liguria, CONTARP)
Todaro Nicoletta (Direzione Generale, CONTARP)
Novi Carlo (Direzione Regionale per la Campania, CONTARP)
Per informazioni:
INAIL - CONTARP
00143 Roma
Via Roberto Ferruzzi, 40
Tel. 06/54872349 Fax 06/54872365
e-mail: [email protected]
In copertina, Dermatophagoides pteronyssinus, da sinistra verso destra: femmina e maschio
INDICE
Premessa
pag. 1
1. Introduzione
pag. 2
2. Allergeni indoor e terziario
pag. 3
3. Principali allergeni indoor
pag. 3
3.1 Acari
pag. 3
3.2 Animali domestici
pag. 4
3.3 Muffe
pag. 4
3.4 Blatte
pag. 5
4.Valori soglia
pag. 5
5.Il monitoraggio ambientale degli allergeni indoor
pag. 6
5.1 Campionamento d'aria
pag. 6
5.2 Campionamento di polvere
pag. 6
6. Valutazione qualitativa e quantitativa degli allergeni
pag. 7
6.1 Conta degli acari al microscopio ottico
pag. 7
6.2 Dosaggio della guanina
pag. 7
6.3 Dustscreen
pag. 8
6.4 Aclotest
pag. 8
6.5 Analisi immunoenzimatica mediante anticorpi monoclonali
pag. 8
7. Il protocollo adottato
pag. 9
7.1 Scelta degli ambienti
pag. 9
7.2 Raccolta della polvere
pag. 10
7.3 Estrazione degli allergeni dalla polvere e loro quantificazione
pag. 16
8. Letteratura essenziale
pag. 17
9. Elenco di alcuni siti Web e riviste scientifiche
pag. 20
Allegati
pag.21
Allegato 1
- Attrezzature, materiali e reagenti
Allegato 2
- Scheda campagna di monitoraggio
Allegato 3
- Modulo e scheda invio campioni al Laboratorio CONTARP di Igiene
Industriale
Allegato 4 A
- Protocollo di analisi per Der p 1
Allegato 4 B
- Protocollo di analisi per Der f 1
Allegato 4 C
- Protocollo di analisi per Mite Group 2
Allegato 4 D
- Protocollo di analisi per Bla g 2
Allegato 4 E
- Protocollo di analisi per Fel d 1
Allegato 4 F
- Protocollo di analisi per Asp f 1
Allegato 4 G
- Protocollo di analisi per Alt a 1
1
PREMESSA
L’importanza degli agenti biologici come fattori di pericolo negli ambienti di lavoro è andata
sempre meglio delineandosi nel corso degli anni. In particolare, nell’ambito del rischio
biologico, gli allergeni cosiddetti “indoor” hanno assunto un ruolo significativo e le patologie ad
essi correlate, in forte crescita, costituiscono ormai un fenomeno di rilevanza sociale.
Il D. Lgs. 626/94 ha dedicato un intero Titolo (con Allegati) agli agenti biologici; ciò
nonostante, non esistono allo stato attuale procedure standardizzate di accertamento e
valutazione del rischio, né indicazioni ufficiali relative ai livelli di esposizione accettabili ai fini
sanitari.
La presente Linea Guida è dedicata alle problematiche relative al campionamento e all’analisi
degli allergeni indoor ed ha lo scopo dichiarato di aiutare e indirizzare verso una metodologia il
più possibile omogenea coloro che saranno chiamati ad eseguire accertamenti negli uffici.
Uberto Verdel
Coordinatore Generale della CONTARP
2
1. INTRODUZIONE
In ambito occupazionale, l’identificazione di una relazione "dose-risposta" costituisce spesso
una premessa fondamentale per la valutazione del rischio e la prevenzione delle tecnopatie.
Tuttavia, a differenza di quanto avviene con il rischio di natura chimica, per gli agenti biologici
non esistono limiti di esposizione utilizzabili con funzioni di valori soglia.
Per gli allergeni indoor, oltre alla difficoltà di stabilire dei valori soglia per la sensibilizzazione
o lo scatenamento di una sintomatologia acuta, si aggiunge la difficoltà di procedere ad
un’idonea valutazione del rischio, dal momento che attualmente non esiste un consenso
unanime sulle modalità di campionamento e sulle tecniche di analisi da adottare.
Ciò premesso e ai fini della valutazione del rischio, risulta necessario approfondire le
problematiche relative al campionamento e alle tecniche relative al dosaggio degli allergeni al
fine di stabilire criteri analitici rigorosi. In tale contesto e da tale esigenza, la Consulenza
Tecnica Accertamento Rischi e Prevenzione dell'INAIL (CONTARP) ha avviato nel 2001 un
progetto mirato allo studio delle diverse problematiche relative al monitoraggio degli allergeni
di origine biologica negli ambienti di lavoro confinati (c.d. indoor), in particolare negli uffici.
Il D.Lgs. 626/1994 (art. 1) ha, infatti, esteso il campo di applicazione delle norme di sicurezza e
igiene a tale tipologia di ambiente di lavoro, peraltro molto simile agli ambienti domestici, dove
la problematica degli allergeni indoor è stata già da tempo investigata ed è, quindi,
maggiormente nota, come testimonia l'abbondante letteratura scientifica in materia.
Al fine di avere una conoscenza più ampia del problema e adottare in ambito INAIL criteri e
metodiche uniformi per il campionamento e l’analisi degli allergeni indoor, la CONTARP
Direzione Generale ha costituito un gruppo di lavoro, che prevede la partecipazione delle
CONTARP delle Direzioni Regionali per la Campania, il Lazio, la Liguria, la Toscana e
l'Umbria, con la collaborazione del Laboratorio di Immunologia dell’Istituto Superiore di Sanità
di Roma.
La presente Linea Guida intende rappresentare il prodotto dell'attività finora svolta nell'ambito
del progetto sopra menzionato e vuole fornire uno strumento utile a coloro che, in ambito
INAIL, desiderano accostarsi all'argomento, attivando campagne di monitoraggio degli allergeni
indoor sul territorio. Sarebbe auspicabile l'adozione di procedure e dotazioni strumentali
uniformi al fine di costituire una banca dati rappresentativa a livello nazionale della
problematica inerente gli allergeni indoor.
A conclusione della presente Linea Guida, si riporta un elenco di siti web e di riviste scientifiche
di possibile interesse e utilità sull'argomento.
3
2. ALLERGENI INDOOR E TERZIARIO
Gli ambienti compresi nel termine indoor, come riportato nelle Linee Guida per la Tutela e la
Promozione della Salute negli Ambienti Confinati del Ministero della Salute (2001),
comprendono le abitazioni, gli uffici, i mezzi di trasporto e le strutture comunitarie destinate a
diverse attività (scuole, palestre, alberghi, bar, cinema, ristoranti, ospedali, ecc.).
In tali ambienti possono essere riscontrati inquinanti indoor di diversa natura, tra i quali gli
allergeni. Tra le fonti più importanti di allergeni troviamo: acari, derivati di animali domestici,
muffe, insetti, pollini provenienti dall’esterno, roditori.
Tra i principali fattori che influenzano la tipologia e le caratteristiche degli uffici, importanti
anche ai fini della salubrità ambientale, si annoverano la struttura dell’edificio, la tipologia del
mobilio, i prodotti usati per le pulizie, il numero di occupanti, le attività lavorative svolte dagli
stessi impiegati. Questi ultimi, tra l’altro, trascorrono circa un terzo della loro giornata in tali
ambienti.
Le implicazioni per la salute da parte di contaminazioni di natura biologica, chimica e fisica,
hanno richiamato l’esigenza di studiare e stabilire dei livelli soglia di esposizione in grado di
garantire un ambiente salubre.
3. PRINCIPALI ALLERGENI INDOOR
La nomenclatura degli allergeni raccomandata dall'OMS è la seguente: le prime tre lettere
indicano il genere della specie animale o vegetale che ne costituisce la sorgente; la quarta lettera
indica l'iniziale del nome della specie; segue uno spazio e un numero, che indica l'ordine
cronologico della purificazione dell'allergene in questione (Tab. 1). Ad esempio, il primo
allergene purificato dell'acaro appartenente alla specie Dermatophagoides pteronyssinus è stato
denominato "Der p 1".
Tab. 1 Denominazione di alcuni tra i più comuni allergeni indoor
Der p 1, Der p 2
Der f 1, Der f 2
Fel d 1
Bla g 2
Alt a 1
Asp f 1
Dermatophagoides pteronyssinus
Dermatophagoides farinae
Felis domesticus
Blattella germanica
Alternaria alternata
Aspergillus fumigatus
3.1 ACARI
Gli acari sono piccoli artropodi appartenenti alla famiglia Arachnida. Sono lunghi circa 300µm
e si nutrono di scaglie epidermiche, residui di cibo o muffe presenti nella polvere domestica.
4
Poiché assorbono vapore acqueo, la loro sopravvivenza dipende essenzialmente dall’umidità
assoluta. La sopravvivenza allo stadio adulto richiede condizioni di umidità ambientale non più
basse di 7-8g/m3, che equivalgono ad una umidità relativa di circa 50% a 20°C.
Gli acari più comunemente riscontrati in ambienti indoor, come abitazioni, uffici, scuole,
ospedali, locali pubblici, appartengono al genere Dermatophagoides, le cui specie più diffuse in
Italia sono D. farinae e D. pteronyssinus; altre specie piuttosto comuni sono: Euroglyphus
maynei, Acarus siro, Lepidoglyphus destructor, Glycyphagus domesticus. Sebbene riscontrate
anche nei locali sopra citati, tali specie prediligono ambienti ricchi di derrate alimentari (da cui
il nome di “acari delle derrate”), quali magazzini di stoccaggio, silos, fornai, supermercati, ecc.
Gli allergeni degli acari sono contenuti nel corpo e nelle feci di tali animali, e sono responsabili
di patologie allergiche quali asma bronchiale e rino-congiuntiviti. Gli allergeni del c.d. "gruppo
1" (Der p 1 e Der f 1) vengono estratti essenzialmente dalle feci, mentre quelli del "gruppo 2"
(Der p 2 e Der f 2) sono presenti soprattutto nel corpo degli acari.
.
3.2 ANIMALI DOMESTICI
Gli animali domestici rappresentano un’importante fonte di allergeni. Questi ultimi sono
associati a peli, saliva, forfora e urina, soprattutto di gatti e cani.
Tra gli allergeni provenienti da animali domestici, sicuramente un ruolo di primo piano nelle
patologie allergiche è svolto da Fel d 1, l’allergene più potente del gatto.
Localizzato soprattutto sul pelo e in misura minore nella saliva, l’allergene del gatto è associato
a particelle molto piccole (circa 2,5µm), rimane attaccato ai vestiti, può essere trasportato
facilmente da un ambiente all’altro e permane a lungo in una stanza anche in assenza
dell’animale.
L’allergene del gatto provoca asma, rinocongiuntivite e patologie cutanee.
In uffici o altri ambienti chiusi di lavoro in cui è presente un proprietario di gatto si possono,
quindi, raggiungere livelli di allergeni tali da provocare attacchi di asma in soggetti allergici.
3.3 MUFFE
Le muffe comprendono numerosissime varietà di specie, che vivono generalmente su composti
organici, sia all’interno che all’esterno delle abitazioni e la cui presenza è associata ad ambienti
particolarmente umidi.
All’interno delle abitazioni si trovano su pareti e pavimenti, sulle foglie di piante ornamentali,
nei sistemi di condizionamento dell’aria, negli umidificatori, su alimenti non adeguatamente
conservati, su tessuti naturali.
5
Gli ambienti di lavoro in cui più comunemente vengono riscontrate sono: caseifici, salumifici,
cartiere, stalle, silos, magazzini, vivai, serre; tuttavia, anche in abitazioni, comunità o uffici, la
presenza di muffe può raggiungere livelli elevati.
I funghi producono spore o conidi per la loro riproduzione. Le spore sono generalmente
oblunghe ed hanno una lunghezza di circa 2÷20µm. L'inalazione di spore fungine può
determinare la comparsa di patologie allergiche.
Tra le muffe più allergizzanti vanno ricordati i generi: Aspergillus, Alternaria, Cladosporium,
Penicillium. Sebbene la presenza di Aspergillus fumigatus desti particolare attenzione in quanto
responsabile di diverse patologie tra cui l’aspergillosi polmonare, il suo allergene maggiore,
Asp f 1, raramente si riscontra in ambienti indoor; molto più diffusa risulta essere Alternaria
alternata, responsabile di gravi forme di asma bronchiale.
3.4 BLATTE
Anche le blatte rappresentano una significativa fonte di allergeni, soprattutto negli edifici con
scarso livello igienico. In Italia, le specie più comunemente riscontrate negli ambienti indoor
sono Blattella germanica, segnalata spesso quale fonte di infestazione domestica, Periplaneta
americana, che predilige grandi magazzini e depositi di derrate, Blatta orientalis,
frequentemente riscontrata in luoghi più freschi come gli scantinati. Il fenomeno della
sensibilizzazione nei confronti delle blatte in Italia è ancora in fase di valutazione e la maggior
parte dei dati proviene da studi svolti in altri Paesi europei o negli Stati Uniti.
Gli allergeni delle blatte sono stati estratti da corpo, saliva e feci.
Anche le blatte sono ritenute responsabili di asma bronchiale.
4. VALORI SOGLIA
Relativamente agli allergeni acaridici, nel corso delle tre edizioni dell’International Workshop
on Indoor Allergens and Asthma sono stati proposti, quali valori teorici soglia per la
sensibilizzazione e per l’insorgenza di attacchi acuti di asma, rispettivamente 2µg e 10µg di
allergene del gruppo 1 per grammo di polvere. Precedentemente, quali valori soglia venivano
invece considerati rispettivamente 100 e 500 acari/g di polvere.
Se sulla correlazione tra esposizione ad allergeni e sensibilizzazione c’è una certa unanimità di
consensi, il rapporto tra esposizione e manifestazioni acute di asma è molto più complesso.
Molti pazienti con asma sono esposti e sensibilizzati nei confronti di più allergeni indoor ed è
difficile definire il contributo di ciascuno di essi nello scatenamento di una sintomatologia
acuta.
Per gli altri allergeni non esistono livelli soglia ben definiti, ma per Fel d 1 sono stati suggeriti
come importanti per la sensibilizzazione, i valori compresi tra 2 e 8µg/g di polvere e, per lo
sviluppo di attacchi acuti di asma, quelli superiori a 8µg/g di polvere.
6
5. IL MONITORAGGIO AMBIENTALE DEGLI ALLERGENI INDOOR
Il monitoraggio degli allergeni indoor può essere effettuato sia mediante la raccolta delle polveri
sedimentate, sia mediante il campionamento del particolato aerodisperso. Sulla base della
metodologia adottata si ottengono indici di esposizione esprimibili, rispettivamente, in termini
di µg di allergene per grammo di polvere (µg/g) o µg di allergene per m3 di aria (µg/m3).
Il monitoraggio ambientale dovrebbe essere effettuato considerando le caratteristiche delle
particelle di polvere veicolanti gli allergeni stessi. La persistenza degli allergeni nella frazione
inalabile varia, infatti, in funzione sia della forma e delle dimensioni delle particelle in cui essi
sono contenuti (10 ÷ 40 µm per acari e blatte, inferiori ai 5 µm per gatto e cane) sia della
turbolenza dell’aria, per cui gli allergeni rimangono in sospensione per un periodo di tempo
differente: tendono a depositarsi velocemente quelli da acari e da blatte e a rimanere
maggiormente sospesi quelli da gatto o cane.
5.1 CAMPIONAMENTO D’ARIA
Esistono diverse tecniche per il campionamento volumetrico degli allergeni aerodispersi:
impattori a cascata, campionatori a basso o alto volume con membrane filtranti. Queste
tecniche, rispetto alla raccolta della polvere sedimentata, hanno il vantaggio che campionano
allergeni aerodispersi, più rappresentativi della reale esposizione. Risultano sicuramente più
idonee a valutare l’esposizione ad allergeni provenienti da animali domestici, ma ancora pochi
sono gli studi che consentono di valutarne la validità. Inoltre, negli ambienti nei quali non si
verificano spostamenti d’aria, le quantità di aeroallergeni dispersi sono troppo piccole e difficili
da rilevare anche dopo prolungati campionamenti (ad esempio, poche sono le particelle fecali
acaridiche che rimangono in sospensione dopo fenomeni di turbolenze d’aria).
I particolari svantaggi del campionamento aereo sono dovuti ai lunghi tempi necessari (2-24
ore) e alla richiesta di sistemi di analisi estremamente sensibili.
Attualmente, non esistono informazioni tali da supportare l’adozione di un metodo
standardizzato di campionamento dell’aria per gli allergeni acaridici. Inoltre, ci sono pochissimi
dati sulla correlazione tra livelli aerei degli allergeni e sensibilizzazione o sintomatologia acuta.
Al contrario, una certa relazione è stata provata tra la concentrazione degli allergeni nella
polvere e sensibilizzazione.
5.2 CAMPIONAMENTO DI POLVERE
In letteratura, finora, il metodo più utilizzato è quello della raccolta delle polveri su superficie,
che può essere effettuata secondo modalità diverse, con grande influenza sui risultati finali. E’
importante, dunque, scegliere la procedura in base allo scopo prefissato, che può essere, ad
7
esempio, lo studio della qualità allergenica della polvere (molto utile nel valutare il rischio in un
determinato ambiente) o l’esposizione totale agli allergeni. Nel primo caso l’analisi viene
standardizzata per unità di peso e i risultati espressi come µg di allergene/g di polvere; nel
secondo caso, viene standardizzata per unità di superficie e tempo, ed espressa in termini di µg
o ng di allergene/m2/minuto. Negli studi epidemiologici sembra più idoneo esprimere il dato in
termini di unità di peso/g di polvere; nel caso, invece, si vogliano verificare i risultati di
determinati programmi di controllo, appare più opportuno esprimersi in termini di µg per unità
di superficie. Esprimere i risultati per unità di peso/g di polvere rende più facile la
standardizzazione e il confronto tra siti differenti. Tra l’altro, è stata anche dimostrata una buona
correlazione tra risultati espressi in µg/g o in µg/m2
In quanto ai campionatori di polvere, ci si può avvalere di aspirapolveri equipaggiati di
sacchetti-filtro sostituiti di volta in volta tra un campionamento e l’altro, o di speciali “dusttrap”, ricettacoli per la polvere provvisti di filtri.
6. VALUTAZIONE QUALITATIVA E QUANTITATIVA DEGLI ALLERGENI
I test più riproducibili e specifici per la misurazione degli allergeni indoor, sono quelli che si
avvalgono dell’uso di anticorpi monoclonali e consentono di effettuare un’analisi sia qualitativa
che quantitativa. Altri metodi usati, in particolare per gli acari, sono: conta al microscopio
ottico; dosaggio della guanina; analisi semiquantitativa con anticorpi mono o policlonali
(Dustscreen, Aclotest, ecc.).
6.1 CONTA DEGLI ACARI AL MICROSCOPIO OTTICO
La presenza degli acari nella polvere sedimentata può essere determinata contando gli stessi al
microscopio ottico dopo averli estratti da essa e montati su vetrino. Questa tecnica permette
l’identificazione delle specie predominanti e dei loro diversi stadi di sviluppo.
Gli svantaggi di questo metodo sono:
•
necessità di disporre di personale esperto nel riconoscere le differenti specie;
•
impossibilità di identificare le particelle fecali responsabili delle principali reazioni
allergeniche e i corpi degli acari danneggiati;
•
impossibilità di adottare tali protocolli per studi su larga scala, essendo gli stessi piuttosto
lunghi.
6.2 DOSAGGIO DELLA GUANINA
Tale analisi consente solo una valutazione semiquantitativa della qualità allergenica della
polvere ed è alquanto aspecifica. La guanina è infatti contenuta nelle feci degli Aracnidi in
generale.
8
6.3 DUSTSCREEN
Il protocollo previsto dal Dustscreen (CMG-HESKA, Fribourg, Switzerland) si avvale di strisce
di nitrocellulosa su cui sono adsorbiti anticorpi monoclonali specifici per gli allergeni Der p 1,
Der f 1, Mite Group 2, Bla g 2, Fel d 1. Ciascuna striscia contiene cinque aree colorate
specifiche per ciascun allergene, un controllo negativo (assenza di contaminazione allergenica)
ed un controllo positivo (presenza di contaminazione).
Il procedimento è essenzialmente il seguente:
-
estrazione degli allergeni dalla polvere mediante un tampone a base di bicarbonato
d’ammonio;
-
incubazione delle strisce di nitrocellulosa con 1ml di estratto;
-
lavaggi;
-
incubazione con una miscela contenente anticorpi monoclonali marcati con l’enzima
perossidasi;
-
lavaggi;
-
incubazione con cromogeno e substrato di reazione per la rivelazione colorimetrica
della concentrazione di allergene presente.
La durata complessiva del test è di poco più di quattro ore. Le strisce di nitrocellulosa sono lette
al densitometro. I risultati sono resi quantitativi mediante il confronto con soluzioni standard di
riferimento a concentrazione nota degli allergeni, che consentono di trasformare i valori di
assorbimento ottico in concentrazioni di allergene misurato.
6.4 ACLOTEST
L’Aclotest (Lofarma, Milano) è un test per acari che si avvale dell’uso di anticorpi policlonali di
coniglio per la cattura dell’allergene e anticorpi policlonali purificati, coniugati ad un colorante
colloidale (Samaron Brilliant Pink) per la rivelazione. I risultati sono dati come negativi, in caso
di assenza di colorazione, debolmente positivi, nel caso di lieve colorazione rosa
(corrispondente ad una concentrazione allergenica compresa tra 0,5 e 2µg/g), fortemente
positivi, se la colorazione rosa è intensa (concentrazione allergenica >2µg/g).
6.5 ANALISI IMMUNOENZIMATICA MEDIANTE ANTICORPI MONOCLONALI
Sono disponibili sistemi immunoenzimatici che consentono la misurazione di diversi allergeni
indoor quali: Der p 1, Der f 1, Mite Group 2, Fel d 1, Can f 1, Bla g 2, Asp f 1, Alt a 1. Nella
maggioranza dei casi, viene usato un anticorpo monoclonale (mAb) per la cattura degli allergeni
ed un secondo mAb, biotinilato o marcato con un enzima, per la rivelazione dell’allergene.
Quando è disponibile un solo mAb, per la rivelazione vengono utilizzati anticorpi policlonali di
coniglio (come avviene nei kit analitici per Can f 1, Bla g 1, Bla g 2, Asp f 1).
9
7. IL PROTOCOLLO ADOTTATO
Ad oggi, per le problematiche precedentemente espresse, non esistono procedure standardizzate
per il campionamento e l’analisi degli allergeni indoor. Tuttavia, sulla scorta di quanto
riscontrato nella letteratura scientifica internazionale e della disponibilità commerciale di
specifici reagenti, la CONTARP ha messo a punto e adottato un protocollo che prevede la
raccolta della polvere sedimentata sulle superfici degli ambienti di lavoro e l’analisi della stessa
mediante l’uso di anticorpi monoclonali, come di seguito descritto.
Nell’Allegato 1 si riporta l’elenco delle attrezzature e dei reagenti previsti dal protocollo.
7.1 SCELTA DEGLI AMBIENTI
Nel caso in cui si voglia impostare uno studio sull’analisi qualitativa e quantitativa degli
allergeni indoor negli uffici, è preferibile selezionare in essi tipologie diverse di stanze, in modo
da poter confrontare tra loro condizioni differenti che potrebbero influenzare la concentrazione
allergenica quali, ad esempio, la presenza o meno di impiegati, l'eventuale frequentazione da
parte del pubblico, il tipo di impianto di riscaldamento/condizionamento presente, ecc.
Il protocollo di indagine ha previsto, pertanto, la selezione delle seguenti tipologie di ambiente:
ƒ
stanza con 1 impiegato
ƒ
stanza con più impiegati (ove maggiore è il calpestio e l'accumulo di detriti organici)
ƒ
archivio cartaceo (ove si suppone sia notevole l'accumulo di polvere, ma generalmente
privo di una presenza fissa di impiegati)
ƒ
stanza aperta al pubblico (ove il calpestio e l'afflusso di persone è massimo).
In ognuno di tali ambienti, il campionamento è stato effettuato a livello di due siti fondamentali:
ƒ
la postazione del lavoratore, cioè il raggio di azione di questo;
ƒ
l'angolo della stanza più distante dalle finestre (ove si suppone sia maggiore l'accumulo di
polvere).
Sono state effettuate due campagne annuali di prelievi di polvere - una estiva e una autunnale onde studiare l’eventuale variabilità stagionale della concentrazione degli allergeni nella
polvere, soprattutto di acari e muffe. Il monitoraggio, pertanto, va programmato in funzione
delle condizioni microclimatiche ed ambientali della struttura da studiare.
Nel caso in cui lo studio implichi il confronto tra diversi edifici, i prelievi devono essere
effettuati in parallelo o, comunque, nel più breve intervallo di tempo possibile l’uno dall’altro.
I prelievi della polvere devono essere corredati dalla raccolta di informazioni relative agli
ambienti di lavoro sottoposti a monitoraggio, agli eventuali disagi percepiti dai lavoratori e alle
patologie allergiche cui gli stessi possono essere affetti. A tal fine, è stato elaborato un modello
di scheda per la raccolta dei dati, nel quale sono stati inseriti i campi relativi alle principali voci
o informazioni di possibile interesse ai fini dello studio (Allegato 2).
10
7.2 RACCOLTA DELLA POLVERE
Preliminarmente al campionamento, è necessario numerare o identificare il contenitore con il
filtro ed eseguirne la pesata (Fig. 1), annotando il valore della tara su un apposito registrocampioni.
Figura 1. Pesata dei contenitori con i filtri
Per effettuare il campionamento, i filtri vanno rimossi dai contenitori e inseriti nei rispettivi
beccucci (Figg. 2 e 3), a loro volta montati in testa del tubo dell'aspirapolvere (Fig. 4).
Figura 2. Beccucci adattatori
11
Figura 3. Inserimento dei filtri nei beccucci adattatori
Figura 4. Inserimento dei beccucci adattatori nel tubo dell’aspirapolvere
E' consigliabile che, nel corso di tali operazioni e durante il prelievo stesso, l'operatore indossi
camice, guanti e, qualora l'ambiente sia molto polveroso, anche la mascherina.
Per quanto attiene alla regolazione del flusso di aspirazione della polvere, si consiglia di
standardizzare la scelta della velocità da adottare: 27 L/min., se l'aspirazione viene effettuata sul
pavimento e sulle superfici di lavoro, mentre per le superfici in tessuto (sedie) o la moquette è
consigliabile adottare un flusso di 25 L/min.
L'aspirazione deve rigorosamente essere standardizzata anche per quanto riguarda sia la durata
del prelievo che la superficie interessata, assicurandosi che non sia stata effettuata la pulizia
degli ambienti poche ore prima del prelievo stesso. Inoltre, bisogna assicurare il giusto contatto
del beccuccio adattatore sulla superficie su cui si sta campionando (Fig. 5).
12
Figura 5. Posizionamento del beccuccio durante l’aspirazione
Il protocollo di campionamento prevede, per ogni ambiente, aspirazioni di polvere della durata
totale di 2 minuti e su una superficie totale pari a 4 fogli formato A4 (corrispondente a 0,25
m2).
Nel dettaglio si consiglia di effettuare:
1. n.2 prelievi per ogni stanza, uno a livello della postazione di lavoro e uno a livello
dell'angolo della stanza più lontano dalla finestra (Fig. 6).
foglio A4
Angolo della
stanza
ingress
postazione di
lavoro
Figura 6. Punti di campionamento.
finestre
13
In considerazione delle diverse condizioni di arredo possibili, la scelta della superficie
angolare da interessare all'aspirazione può essere condotta nel modo indicato in Fig. 7.
Armadio fisso
o colonna
Armadio fisso
o colonna
Se possibile recuperare
l’area non campionata
Nel caso di angoli irregolari si
può decidere di utilizzare una
sagoma romboidale (ma è
meglio evitarli)
Armadio fisso
o colonna
Figura 7. Disposizione dell'area di campionamento
A livello della postazione, 30 secondi di aspirazione sul piano della scrivania, su una
superficie pari a 1 foglio A4; 30 secondi sulla sedia del lavoratore, su una superficie pari a 1
foglio A4; 30 secondi x 2 volte (una per ogni foglio A4) sul pavimento sotto il piano della
scrivania, su una superficie totale pari a 2 fogli A4 (Figg. 8-10). A livello dell'angolo della
stanza, 2 minuti su una superficie pari a 4 fogli A4.
Figura 8. Aspirazione della polvere dalla postazione dell’impiegato (scrivania)
14
Figura 9. Aspirazione della polvere dalla postazione dell’impiegato (sedia)
Figura 10. Aspirazione della polvere dalla postazione dell’impiegato (pavimento)
Effettuata l'aspirazione, si procede al distacco del beccuccio dal tubo dell'aspirapolvere e
alla rimozione del filtro di teflon in esso contenuto (Fig. 11). Nel caso in cui la quantità di
polvere raccolta fosse insufficiente (vd. punto 4), si dovrebbe procedere ad un nuovo
prelievo, effettuando un’aspirazione random all’interno della stanza e per un tempo
massimo di 5 minuti.
2. Si ripone il filtro con la polvere nell'apposita custodia di plastica (Fig. 12), che si conserva
poi a + 4°C in borsa-frigo con panetti refrigeranti per il trasporto in laboratorio, ove si
stocca a -20°C fino al momento dell'analisi.
15
Figura 11. Rimozione del filtro con la polvere dal beccuccio
Figura 12. Inserimento del filtro con la polvere nell’apposita custodia
Le condizioni di trasporto dei campioni da inviare al Laboratorio di Igiene Industriale della
CONTARP Centrale devono essere tali da assicurare il rigoroso rispetto della temperatura
di conservazione e tempi di consegna più brevi possibili. La modulistica di accompagno è
riportata in Allegato 3.
3. Nel caso debba essere effettuato un nuovo prelievo, si procede alla sostituzione del
beccuccio con un altro pulito, in cui si inserisce un nuovo filtro.
16
4. Prima di stoccare i campioni, è necessario pesare le custodie contenenti i filtri e la polvere e
riportare sull’apposito registro il peso della polvere raccolta. Una quantità ottimale di
polvere, così come richiesto dalla metodica adottata, dovrebbe essere di 50-100mg.
I beccucci adattatori possono essere lavati con detergenti comunemente impiegati in laboratorio
ed essere riutilizzati.
7.3 ESTRAZIONE DEGLI ALLERGENI E LORO QUANTIFICAZIONE
Si prelevano 100mg di polvere dal campione in esame e si immettono in una microprovetta da
2ml; a questa si aggiungono 2.0ml di PBS-T (una soluzione allo 0.05% di Tween 20). Nel caso
in cui il campione di polvere prelevato contenga meno di 50mg di polvere, aggiungere 1ml di
PBS-T; se ne contiene tra 50 e 100mg, una quantità proporzionale al peso.
Una volta miscelata la soluzione, usando il vortex, questa viene posta per 2 ore a temperatura
ambiente su un piatto rotante oppure a 4°C per tutta la notte. Terminata l’incubazione, si
procede alla centrifugazione per 20 minuti a 2500 rpm, a 4°C. Si raccoglie il surnatante estratto
mentre si scarta il pellet. Se l’estratto non è utilizzato subito per l’analisi immunoenzimatica, si
può conservare a –20°C.
Attualmente, il protocollo di analisi adottato dal gruppo di lavoro INAIL/ISS è quello proposto
dalla Indoor Biotechnologies (UK), che consiste nell'utilizzo di anticorpi monoclonali (uno per
ogni tipo di allergene) insieme a soluzioni standard di allergeni a concentrazione nota (Allegati
4A÷G).
Ringraziamenti
Il Gruppo di Lavoro desidera ringraziare il Laboratorio di Immunologia dell’Istituto Superiore
di Sanità per la collaborazione offerta per l’estrazione e il dosaggio degli allergeni dalla polvere.
17
8. LETTERATURA ESSENZIALE
1. Almqvist C, Larsson MD, Egmar AC et al. (1999). School as a risk environment for children
allergic to cats and a site for transfer of cat allergen to homes. J Allergy Clin Immunol 103(6):
1012-1017.
2. Baur X, Chen Z, Liebers V (1998). Exposure-response relationships of occupational inhalative
allergens. Clin Exp Allergy 28: 537-544
3. Bigliocchi F, Maroli M (1995). Distribution and abundance of house dust mites (Acarina:
Pyroglyphidae) in Rome, Italy. Aerobiologia 11: 35-40.
4. Bigliocchi F, Frusteri L, Carrieri MP, Maroli M (1996). Distribution and density of house dust
mites Dermatophagoides spp (Acarina: Pyroglyphidae) in the mattresses of two areas of Rome,
Italy. Parassitologia 38: 543-546
5. Carrer P, Maroni M, Alcini D, Cavallo D (2001). Allergens in indoor air: environmental
assessment and health effects. Sci Tot Environ 270: 33-42.
6. Castagnoli M, Liguori M, Nannelli N (1983). Gli acari della polvere delle case in Italia. Atti
XIII del Congresso Nazionale Italiano di Entomologia. Sestriere, 27 giugno-1 luglio 1983: 577582.
7. Chapman MD (1993). Cockroach allergens: a common cause of asthma in North American
cities. Insights in Allergy 8: 1-8.
8. Colloff MJ, Spieksma FTHM (1992). Pictorial keys for the identification of domestic mites.
Clin Exp Allergy 22: 823-830.
9. Colloff MJ (1991). Practical and Theoretical aspects of the ecology of house dust mites (Acari:
Pyroglyphidae) in relation to the study of mite-mediated allergy. Rew Med Vet Entomol
79(11/12): 611-629.
10. Custovic A, Taggart SCO, Woodcock A (1994). House Dust Mite and cat allergen in different
indoor environments. Clin Exp Allergy 24: 1164-1168.
11. Custovic A, Green R, Taggart SCO, Smith A, Pickering CAC, Chapman MD, Woodcock A
(1996). Domestic allergens in public places II: dog (Can f 1) and cockroach (Bla g 2) allergens
in dust and mite, cat, dog an cockroach allergens in the air of public buildings. Clin Exp
Allergy 26: 1946-1952.
12. Custovic A, Fltecher A. Pickering AC et al. (1998). Domestic allergens in public places III:
house dust mite, cat, dog and coachroach allergen in Britain hospitals. Clin Exp Allergy 28: 5359.
13. Custovic A, Chapman M (1998). Risk levels for mite allergens. Are they meaningful? Allergy
53(48): 71-76.
18
14. De Weck AL, Derer M, Morrison-Smith G, Stadler BM, Walliser M (1998). Dustscreen, a new
assay for simultaneous determination of multiple allergens in house dust. ACI International
10(5): 130-140.
15. Fain A, Guerin B, Hart BJ (1990). Mites and allergic disease. Ed. Guerin: 190 pp.
16. Frusteri L, Giannetto S, Maroli M (1998). Distribution of house dust mites in the mattresses in
Messina Province, Italy. Parassitologia 40(suppl.1): 57.
17. Frusteri L, Giovinazzo R, Iacovacci P, Anzidei P, Barca S, Guerrera E, Mameli M, Sarto D,
Todaro N, Venanzetti F, Di Felice G, Pini C (2002). Allergeni indoor negli uffici: risultati
preliminari di uno studio svolto in alcune Regioni italiane. Atti del 20° Congresso Nazionale
AIDII, Viterbo 19-21 giugno 2002.
18. Janko M, Gould DC, Vance L, Stengel CC, Flack J (1995). Dust mite allergens in the office
environment. Am Ind Hyg Assoc J 56 (11): 1133-40.
19. Luczynska CM, Li Y, Chapman MD, Platts-Mills TAE (1990). Airborne concentration and
particle size distribution of allergen derived from domestic cats (Felis domesticus).
Measurements using cascade impactor, liquid impinger and a two-site monoclonal antibody
assay for Fel d 1. Am Rev Respir Dis 141: 361-367.
20. Mansi A, Frusteri L., Maroli M., Salerno A., Marcelloni A.M., Muzi G., Accattoli M.P.,
Abbritti G. A study on house-dust mite infestation in temporary prefabricated homes after a
recent earthquake in central iTALY. Proceedings of Healthy Buildings 2000, Vol. 1: 325-330.
21. Mari A, Maroli M (1996). L’allergia agli acari della polvere quale problema di igiene
ambientale. Ig San Pubbl 52 (4): 255-262.
22. Menzies D, Comtois P, Pasztor J, Nunes F, Hanley JA (1998). Aeroallergens and work-related
respiratory symptoms among office workers. J Allergy Clin Immunol 101(1): 38-44.
23. Mosbech H (1985). House allergy dust mite. Allergy 25: 119-126.
24. Moscato G, Perfetti L (1995). The role of indoor pollution on bronchial hyperreactivity and
asthma. Indoor Environment 4: 95-101.
25. Moscato G, Perfetti L, Galdi E, Pozzi V, Minoia C (2000). House dust mite allergen levels in
homes of non allergic people in Italy. Allergy 55: 873-878.
26. Nannelli R, Liguori M, Castagnoli M (1983). Osservazioni preliminari sulla biologia di
Euroglyphus maynei e sua distribuzione in Italia. Redia LXVI: 401-408.
27. Noferi A, Serino W, Sacerdoti G, Blythe ME (1974). Survey on concentration and type of
house dust mites (HDM) in dusts of specifically sensitized people in Naples. Preliminary data.
Folia Allergol Immunol Clin 21: 466-469.
28. Ottoboni F, Morlacchi C, Falagiani P, Petrigni G (1978). Allergia agli acari domestici: studio
epidemiologico ed immunochimico. Folia Allergol Immunol Clin 25: 592-597.
19
29. Ottoboni Fe Piu G (1990). Gli acari allergenici. Guida al loro riconoscimento. Ed. UTET,
Milano.
30. Ottoboni F, Falagiani P, Morlacchi C, Centanni G (1979). Indagine sugli acari delle polveri di
casa. Folia Allergol Immunol Clin 26: 427-428.
31. Perfetti L, Pozzi V, Grignani E et al. (1999). Concentrations of house mites (Der p 1, Der f 1),
cat (Fel d 1) and cockroach (Bla g 2) allergens in offices. Allergy 54(suppl. 52): 84.
32. Perzanowsky MS, Ronmark E, Nold B et al. (1999). Relevance of allergens from cats and dogs
to asthma in the northernmost province of Sweden: schools as a major site of exposure. J All
Clin Immunol 103(6): 1018-1024.
33. Piu G, Ballero M, Palomba A et al. (1990). Autunno 1989: acarofauna in Sardegna. Folia
Allergol Immunol Clin 37: 285-289.
34. Platts-Mills TAE, De Weck AL (1988). Dust mite allergens and asthma: a worldwide problem.
Int Workshop ep Bull World Health Org 66: 769-780.
35. Platts-Mills TAE, Thomas WR, Aalberse RC (1992). Dust mite allergens and asthma: Report
of the the 2nd International Workshop. J Allergy Clin Immunol 89: 1046-60.
36. Platts-Mills TAE, Vervoloet D, Thomas WR, Aalberse RC (1992). Indoor allergens and
asthma: Report of the Third International Workshop. J Allergy Clin Immunol 100: S2-S24.
37. Raunio P, Pasanen AL, Reiman M, Virtanen T (1998). Cat, dog, and house-dust mite allergen
levels of house dust in Finnish apartments. Allergy 53: 195-199.
38. Schwartz B, Lind P, Lowenstein H (1987). Level of indoor allergens in dust from homes of
allergic and non-allergic individuals. Int Arch Allergy Appl Immunol 82: 447-449.
39. SIDRIA (Italian Studies on Respiratory Disorders in Childhood and the Environment) (1997).
Asthma and respiratory symptoms in 6-7 yr old Italian Children. Eur Respir J 10: 1780-1786.
40. S.O. alla G.U. n. 276 del 27.11.2001, Ministero della Salute. Linee Guida per la tutela e la
Promozione della Salute negli Ambienti Confinati
41. Voorhost R, Spieksma FTM, Varekamp N. House dust mite atopy and the house dust mite
Dermatophagoides pteronyssinus (Troussart, 1897). Leiden: Stafleu’s Scientific Publishing,
1969.
42. Wickens K, Martin I, Pearce N, et al. (1997). House dust mite allergen levels in public places
in New Zealand. J Allergy Clin Immunol 99 (5): 587-593.
20
9. ELENCO DI ALCUNI SITI WEB E RIVISTE SCIENTIFICHE
http://www.aaaai.org
http://www.aabronchology.org/
http://www.aarc.org
http://www.lungusa.org
http://www.isao.bo.cnr.it
http://www.eaaci.org/
http://www.pneumonet.it/federasma
http://www.pneumonet.it
http://www.simri.it/
1. Aerobiologia
2. Allergy (Blackwell Munksgaard)
3. American Industrial Hygiene Association Journal (American Industrial Hygiene Association)
4. Applied Occupational and Environmental Hygiene
5. Annals of Allergy, Asthma and Immunology (ACAAI, American College of Allergy, Asthma
and Immunology)
6. Clinical and Experimental Allergy (Blackwell Publishing)
7. Giornale Italiano di Medicina del Lavoro ed Ergonomia (Le Collane della Fondazione S.
Maugeri)
8. Indoor Air (Blackwell Munksgaard)
9. Indoor and Built Environment (Karger, Basel)
10. International Archives of Allergy and Immunology (S. Karger, Medical and Scientific
Publishers)
11. Journal of Allergy and Clinical Immunology (Kluwer Academic/Plenum Publishers)
12. La Medicina del Lavoro (Mattioli 1885, Casa Editrice)
13. Clinical Reviews in Allergy and Immunology (Human Press)
14. The Science of the Total Environment (Elsevier Science)
21
ALLEGATO 1
ATTREZZATURE, MATERIALI E REAGENTI
a) Campionamento:
•
Aspirapolvere portatile (1400 Watt, range flusso di aspirazione 19÷28 L/min.) con tubo di
aspirazione di diametro interno compatibile con i beccucci;
•
Beccucci adattatori (Alk-Abellò);
•
Filtri in teflon e custodie in plastica (Alk-Abellò) per la raccolta della polvere aspirata;
•
Borsa frigo e panetti refrigeranti, per il trasporto dei campioni;
•
Centralina microclimatica (Babuc/A, LSI)
b) Analisi della polvere
Kit analitici della Indoor Biotechnologies (UK) per i seguenti principali allergeni indoor:
•
Der p 1 ELISA kit (5H8/4C1)
•
Der f 1 ELISA kit (6A8/4C1)
•
Mite Group 2 ELISA(1D8/7A1)
•
Fel d 1 ELISA kit (6F9/3E4)
•
Bla g 2 ELISA kit (7C11/R)
•
Asp f 1 ELISA kit (4A6/R)
•
Alt a 1 ELISA(1G9/1G9)
c) Tamponi ed altri reagenti non presenti nei kit
•
PBS (Phosphate Buffer Saline, Sigma P4417)
•
Tween 20 (Sigma P-1379)
•
Carbonato-bicarbonato 50mM, pH 9.6 (Sigma C3041)
•
BSA (Bovine Serum Albumine (Sigma A7030)
•
Streptavidina-perossidasi (Sigma S5512)
•
ABTS 70mM, pH4.2 (Sigma A1888)
•
Perossido d’idrogeno 30% (Fisher Chemical H 325-100)
d) Materiale vario
•
Bilancia analitica
•
Piastre in polistirene a 96 pozzetti per test ELISA (Dynatech Immunolon II)
•
Micropipette e microprovette
•
Microtech Microplate Washer (BioRad)
•
Centrifuga
•
Spettrofotometro (BioRad, Model 550 Microplate Reader), con filtri per lettura a λ=405nm
22
ALLEGATO 2
SCHEDA CAMPAGNA DI MONITORAGGIO
SCHEDA N. _____________
data_______________________
Filtro N. ____________
Edificio
Stanza
Tipologia stanza e n. impiegati presenti
Tipologia arredi interni
Pavimentazione
Pareti
Finestre
Numero finestre
Impianto condizionamento/riscaldamento
Siti di prelievo
Parametri microclimatici
Temperatura (secca e umida)
WBGT int., WBGT est.,
WBGT globotermometro
Umidità relativa
Velocità dell’aria
Ricambi d’aria
Note
Parametri soggettivi
Fattori di disagio ambientali
Malattie app. resp./allergie
Test diagnostici effettuati
Disturbi accusati
Animali domestici
Altri fattori soggettivi
23
Guida alla compilazione della scheda campagna di monitoraggio
La presente scheda deve essere compilata per ciascun ambiente in cui viene effettuato il
campionamento.
La scheda si compone di tre parti:
• nel primo riquadro si deve annotare la denominazione dell'Edificio (Sede, Ente ecc)
di cui fa parte l'ufficio in cui si effettuano i prelievi di polvere. Andranno raccolte,
inoltre, informazioni dettagliate relative alla tipologia e ai materiali dei rivestimenti,
pavimenti (ad es. marmo, mattonelle, moquette, ecc), pareti (carta da parati, legno,
tinteggiature etc.), infissi (ad es. in legno, in lega leggera con o senza vetrocamera
ecc.) e arredi interni (tipologia del mobilio, eventuale presenza di poltroncine etc.)
degli ambienti (stanze) sottoposti a monitoraggio, specificandone i siti particolari da
cui è stata raccolta la polvere (angolo della stanza, postazione di lavoro). Si dovrà
annotare anche la tipologia dell'impianto di condizionamento/riscaldamento presente
(ad esempio, se centralizzato o meno);
• nel secondo riquadro si devono annotare i dati microclimatici ambientali rilevati
tramite centralina;
• nel terzo riquadro vanno annotate le informazioni raccolte, tramite intervista, dagli
impiegati che svolgono l'attività di lavoro negli ambienti in cui è stato effettuato il
campionamento (disagi connessi alle condizioni microclimatiche, eventuali
patologie o disturbi accusati, presenza di animali domestici nelle abitazioni etc.).
Se in un ambiente vengono effettuati più prelievi di polvere, per ciascuno di essi deve
essere specificato il corrispondente numero di identificazione del filtro (o dei filtri) con
il relativo sito di prelievo.
24
ALLEGATO 3
MODULO E SCHEDA INVIO CAMPIONI AL LABORATORIO CON.T.A.R.P. DI
IGIENE INDUSTRIALE
Rif…..
Data …………………
Alla
Oggetto:
CON.T.A.R.P. D.G.
Ufficio Posta
Via R. Ferruzzi, 40
00143 - Roma
invio campioni al Laboratorio CON.T.A.R.P. di Igiene Industriale (Sezione
Biologica)
Si trasmettono N. …………. campioni di polvere, dettagliati nella scheda allegata e relativi a:
AZIENDA (Sede):………………………………………………………………………………
Attività:……………………………………………………………………………………..…
Ambiente monitorato: ………………………………………………………………………..
Allergene da ricercare:
Der p1
Der f1
Mite group2
Modalità di conservazione dei campioni:
+ 4°C
Alt a1
Asp f1
Altro: ………………..
Bla g2
Fel d1
-20°C
NOTE
………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………
Firma
All. N …..schede
25
SCHEDA DI INVIO CAMPIONI
N°
Identificazione
progressivo
campione
1
2
3
4
5
6
7
etc.
Data
prelievo
Quantità
polvere
prelevata
(g)
Mansione
dell'addetto
Prelievo da
Angolo
ambiente
Pavimento Superficie
di lavoro
Attrezzatura Altro
e macchina
di lavoro
27
Guida alla compilazione del modulo e della scheda di invio campioni
I campioni inviati al laboratorio CONTARP devono sempre essere accompagnati dal
presente modulo e dalla scheda allegata.
• Il modulo deve essere compilato in tutte le sue parti, specificando pertanto:
la denominazione e sede dell'Azienda, Ente etc. in cui sono stati effettuati i
campionamenti,
l'attività principale svolta,
la tipologia dell'ambiente sottoposto a monitoraggio (stanza con uno o più
impiegati, ambiente aperto al pubblico, archivio, biblioteca, etc.),
la modalità di conservazione dei campioni assicurata durante il trasporto e il tipo
di allergene che deve essere ricercato nei campioni di polvere, barrando le
rispettive caselle.
Nel sottostante spazio (Note) si potranno aggiungere tutte le ulteriori informazioni
che si riterranno utili o necessarie.
Il modulo deve essere firmato dal referente/responsabile dell'attività di monitoraggio
e dei campionamenti.
•
La scheda di invio campioni al Laboratorio, da allegare sempre al modulo, raccoglie
sinteticamente alcune informazioni relative ai campioni di polvere prelevata.
Nella prima colonna va riportato il numero progressivo dei campioni inviati. Per ogni
campione andranno annotati, nelle successive colonne, l'identificativo (composto
dalle prime tre lettere del nome della regione di provenienza dei campioni - ad es.
LAZ per regione Lazio - seguite dal numero con cui si è identificata la custodia
contenente il filtro con la polvere), la data del prelievo, la quantità di polvere raccolta
(differenza tra il peso della custodia+filtro dopo e prima il campionamento), la
mansione lavorativa svolta dall'addetto (impiegato), nel caso in cui il prelievo sia
effettuato presso la postazione di lavoro dello stesso e il sito di prelievo (barrando la
casella specifica corrispondente).
Ai fini della costituzione e implementazione di una banca dati rappresentativa a livello
nazionale sugli allergeni indoor e della eventuale emissione di un certificato di prova in
qualità secondo la norma UNI CEI EN ISO/IEC 17025 è necessario che ogni campione di
polvere inviato al laboratorio CONTARP sia corredato di relativa Scheda Campagna di
Monitoraggio e di Modulo e Scheda di invio campioni.
28
ALLEGATO 4 A
PROTOCOLLO DI ANALISI PER DER P 1
1. L’anticorpo monoclonale mAb 5H8 è fornito purificato in HPLC e conservato in PBS alla
concentrazione di 2mg/ml. Rivestire i micropozzetti delle piastre in polistirene con 200ng di
mAb 5H8 in ogni pozzetto (per esempio 100µl di mAb diluiti 1:1000) in 50mM di carbonatobicarbonato, pH 9.6. Incubare per tutta la notte a 4°C.
2. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-0.05% Tween 20, pH 7.4 (PBS-T). Incubare per 1 ora
con 0.1ml di 1% BSA PBS-T, lavare per 3 volte con PBS-T e asciugare.
3. Aggiungere 0.1ml dei campioni diluiti. I campioni di polvere sono generalmente diluiti al
raddoppio da 1:10 a 1:80. Usare diluizioni al raddoppio dello standard* per costruire la curva
di controllo. Le diluizioni della curva di controllo vanno da 250ng a 0.5ng/ml dello standard
Der p 1. Pipettare 20µl dello standard 2402 di Der p 1 in 180µl di 1% BSA PBS-T nei primi
pozzetti delle righe A e B della piastra ELISA. Mescolare bene e trasferire 100µl lungo i
pozzetti delle due righe dove sono stati già messi 100µl di 1% BSA PBS-T al fine di avere 10
diluizioni al raddoppio. I pozzetti A 12 e B 12 dovrebbero contenere solo 1% BSA PBS-T
come controlli. Incubare per 1 ora
4. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T, poi incubare per 1 ora con 0.1ml di anticorpo
biotinilato anti Group 1 mAb 4C1 diluito 1/1000 (equivalente a circa 10ng di anticorpo 4C1).
5. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T, poi incubare per 30 minuti con 0.1ml di
Streptavidina-Perossidasi diluita 1/1000 (Sigma S5512, 0.25mg ricostituita in 1ml di acqua
distillata). La streptavidina deve essere diluita in 1% BSA PBS-T. Lavare i pozzetti per tre
volte e far sviluppare l’analisi aggiungendo 0.1ml di 1mM ABTS in 70mM di tampone
citrato-fosfato., pH 4.2 e H2O2 ad una diluizione di 1/1000.
6. Leggere la piastra quando l’assorbanza (405nm) raggiunge i valori di 2.0-2.4 o bloccare la
reazione aggiungendo 0.1ml di 2mM di Sodio Azide. Le letture dell’assorbanza sono
direttamente proporzionali alla quantità di Der p 1 legata e i valori sono interpolati dalle
rispettive curve di controllo.
*Lo standard Der p 1 contiene 2500ng/ml di Der p 1 ed è stato sotto-standardizzato a partire dal
riferimento D. pteronyssinus WHO/UIS (NIBSC 82/518), che contiene 12.5µg/ml di Der p 1.
29
ALLEGATO 4 B
PROTOCOLLO DI ANALISI PER DER F 1
1. L’anticorpo monoclonale mAb 6A8 è fornito purificato in HPLC e conservato in PBS alla
concentrazione di 2mg/ml. Rivestire i micropozzetti delle piastre in polistirene con 200ng di
mAb 6A8 in ogni pozzetto (per esempio 100µl di mAb diluiti 1:1000) in 50mM di carbonatobicarbonato, pH 9.6. Incubare per tutta la notte a 4°C.
2. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-0.05% Tween 20, pH 7.4 (PBS-T). Incubare per 1 ora
con 0.1ml di 1% BSA PBS-T, lavare per 3 volte con PBS-T e asciugare.
3. Aggiungere 0.1ml dei campioni diluiti. I campioni di polvere sono generalmente diluiti al
raddoppio da 1:10 a 1:80. Usare diluizioni al raddoppio dello standard* per costruire la curva
di controllo. Le diluizioni della curva di controllo vanno da 250ng a 0.5ng/ml dello standard
Der f 1. Pipettare 20µl dello standard 2402 di Der p 1 in 180µl di 1% BSA PBS-T nei primi
pozzetti delle righe A e B della piastra ELISA. Mescolare bene e trasferire 100µl lungo i
pozzetti delle due righe dove sono stati già messi 100µl di 1% BSA PBS-T al fine di avere 10
diluizioni al raddoppio. I pozzetti A 12 e B 12 dovrebbero contenere solo 1% BSA PBS-T
come controlli. Incubare per 1 ora.
4. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T, poi incubare per 1 ora con 0.1ml di anticorpo
biotinilato anti Group 1 mAb 4C1 diluito 1/1000 (equivalente a circa 10ng di anticorpo 4C1).
5. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T, poi incubare per 30 minuti con 0.1ml di
Streptavidina-Perossidasi diluita 1/1000 (Sigma S5512, 0.25mg ricostituita in 1ml di acqua
distillata). La streptavidina deve essere diluita in 1% BSA PBS-T. Lavare i pozzetti per tre
volte e far sviluppare l’analisi aggiungendo 0.1ml di 1mM ABTS in 70mM di tampone
citrato-fosfato., pH 4.2 e H2O2 ad una diluizione di 1/1000.
6. Leggere la piastra quando l’assorbanza (405nm)raggiunge i valori di 2.0-2.4 o bloccare la
reazione aggiungendo 0.1ml di 2mM di Sodio Azide. Le letture dell’assorbanza sono
direttamente proporzionali alla quantità di Der p 1 legata e i valori sono interpolati dalle
rispettive curve di controllo.
*Lo standard Der f 1 2435 contiene 2500ng/ml di Der f 1 ed è stato sotto-standardizzato a partire
dal riferimento D. pteronyssinus WHO/UIS (NIBSC 82/518), usando una cross-reazione RIA (al
momento, non c’è un Riferimento Internazionale per D. farinae)
30
ALLEGATO 4 C
PROTOCOLLO DI ANALISI PER MITE GROUP 2
1. L’anticorpo monoclonale Anti-Group 2, 1D8, è fornito purificato in HPLC e conservato in
PBS alla concentrazione di 2mg/ml. Rivestire i micropozzetti delle piastre in polistirene con
200ng di mAb 1D8 in ogni pozzetto (per esempio 100µl di mAb diluiti 1:1000, 10µl in 10ml)
in 50mM di carbonato-bicarbonato, pH 9.6. Incubare per tutta la notte a 4°C.
2. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-0.05% Tween 20, pH 7.4 (PBS-T). Incubare per 1 ora
con 0.1ml di 1% BSA PBS-T, lavare per 3 volte con PBS-T e asciugare.
3. Aggiungere 0.1ml dei campioni diluiti. I campioni di polvere sono generalmente diluiti al
raddoppio da 1:10 a 1:80. Usare diluizioni al raddoppio dello standard D. pteronyssinus
(5000ng/ml di Der p 2)* per costruire la curva di controllo. Le diluizioni della curva di
controllo vanno da 250ng a 0.5ng/ml dello standard Der p 2. Incubare per 1 ora.
4. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T, poi incubare per 1 ora con 0.1ml di anticorpo
biotinilato 7A1 diluito 1/1000.
5. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T, poi incubare per 30 minuti con 0.1ml di
Streptavidina-Perossidasi diluita 1/1000 (Sigma, St. Louis, MO, Cat. #S5512; 1mg
ricostituito in 4ml di acqua distillata; per esempio 0.25mg/ml). La streptavidina deve essere
diluita in 1% BSA PBS-T. Lavare i pozzetti per tre volte e far sviluppare l’analisi
aggiungendo 0.1ml di 1mM ABTS in 70mM di tampone citrato-fosfato., pH 4.2, contenente
0.03% di H2O2 .
6. Leggere la piastra quando l’assorbanza (405nm) raggiunge i valori di 2.0-2.4 o bloccare la
reazione aggiungendo 0.1ml di 2mM di Sodio Azide. Le letture dell’assorbanza sono
direttamente proporzionali alla quantità di allergene legato e i valori sono interpolati dalle
rispettive curve di controllo.
31
ALLEGATO 4 D
PROTOCOLLO DI ANALISI PER BLA G 2
1. L’anticorpo monoclonale di cattura anti-Bla g 2, 7C11, è fornito purificato in HPLC, in una
soluzione a 1mg/ml in PBS, pH 7.4. Rivestire i micropozzetti delle piastre (Immunolon II)
con 10µl/10ml di standard 7C11 in 50mM di tampone carbonato-bicarbonato, pH 9.6.
Incubare per tutta la notte a 4°C.
2. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T e incubare per 30 minuti a temperatura ambiente con
0.1ml di 1% BSA PBS-T. Lavare per 3 volte con PBS-T.
3. Viene costruita una curva di controllo con lo standard di Blattella germanica. Lo standard
contiene 2000ng/ml di Bla g 2. Diluizioni al raddoppio dello standard sono usate per costruire
la curva da 200ng/ml a 0,4ng/ml. Pipettare 20µl dello standard Bla g 2 in 180µl di 1% BSA
PBS-T nei pozzetti A1 e B1 della piastra ELISA. Mescolare bene e trasferire 100µl lungo i
pozzetti delle due righe dove sono stati già messi 100µl di 1% BSA PBS-T al fine di avere 10
diluizioni al raddoppio. I pozzetti A11, A12 e B11, B12 dovrebbero contenere solo 1% BSA
PBS-T come controlli. Incubare per 1 ora.
4. Aggiungere 100µl dei campioni di allergeni diluiti o degli estratti di polvere nei pozzetti
(usare 1% BSA PBS-T come diluente per i reagenti) e incubare per 1 ora a temperatura
ambiente. Gli estratti di polvere sono diluiti da 1:5 a 1:40 in 1% BSA PBS-T.
5. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T, e aggiungere in ciascun pozzetto 100µl di anticorpo
di coniglio anti-rBla g 2. La soluzione dell’anticorpo contiene il 50% di glicerolo e dovrebbe
essere diluita 1:1000 in 1% BSA PBS-T. Incubare per 1 ora a temperatura ambiente.
6. Lavare i pozzetti per 3 volte e aggiungere perossidasi coniugata con IgG di capra anti
coniglio diluita 1:1000 (Jackson Laboratories Cat. # 111-036-045 o fornitore equivalente).
Incubare per 1 ora a temperatura ambiente.
7. Lavare i pozzetti per tre volte e aggiungere 100µl per pozzetto di una soluzione substrato di
ABTS/H2O2. Leggere la Densità Ottica (OD) a 405nm in un lettore di piastre ELISA quando
il colore si sviluppa ad una OD di 2.0-2.4.
32
ALLEGATO 4 E
PROTOCOLLO DI ANALISI PER FEL D 1
1. L’anticorpo monoclonale di cattura anti-Fel d 1, 6F9, è fornito purificato in HPLC, in una
soluzione a 2mg/ml in PBS, pH 7.4. Rivestire i micropozzetti delle piastre in polistirene
con 200ng di 6F9 per pozzetto, per esempio 100µl di una diluizione 1:1000 (10µl/10ml)
in 50mM di tampone carbonato-bicarbonato, pH 9.6. Incubare per tutta la notte a 4°C.
2. Lavare i pozzetti per 2 volte con PBS-T e incubare per 30 minuti con 100µl di 1% BSA
PBS-T. Lavare per 2 volte con PBS-T.
3. Aggiungere 100µl dei campioni di allergeni diluiti. Gli estratti di polvere sono
generalmente diluiti da 1:5 a 1:625 in 1% BSA PBS-T. Usare diluizioni al raddoppio
dello standard Fel d 1 per costruire la curva di controllo. Questo standard contiene
200mU/Fel d 1e dovrebbe essere diluito 1:10 per costruire la prima diluizione sulla curva,
da 20mU/ml a 0,04mU/ml. Incubare per 1 ora.
4. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T e incubare per 1 ora con 100µl di anticorpo
biotinilato mAb 3E4 diluito 1/1000 con 1% BSA PBS-T.
5. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T e incubare per 30 minuti con 100µl di
Streptavidina-Perossidasi diluita 1/1000 (Sigma S5512, 0.25mg ricostituita in 1ml di
acqua distillata) in 1% BSA PBS-T. Lavare i pozzetti per tre volte e sviluppare la
reazione aggiungendo 0.1ml di ABTS contenente0,03% di H2O2.
Leggere la piastra ad un lettore per ELISA quando la O.D. a 405nm raggiunge i valori di
2.0-2.4.
Note:
Lo standard Fel d 1 è stato sotto-standardizzato dallo standard di gatto CBER, E5, che
contiene 9.7U/ml di Fel d 1 (1 unità = 4µg di proteina). I valori di Fel d 1 sono interpolati
dalla parte lineare della curva.
33
ALLEGATO 4 F
PROTOCOLLO DI ANALISI PER ASP F 1
1. L’anticorpo monoclonale anti Asp f 1, mAb 4A6, è fornito purificato in SAS come
soluzione a 10mg/ml in PBS. Rivestire i micropozzetti delle piastre in polistirene
(Immunolon II, Dynatech) con 10µl/10ml di mAb 4A6 in ogni pozzetto (per esempio
100µl di mAb diluiti 1:1000) in 50mM di carbonato-bicarbonato, pH 9.6. Incubare per
tutta la notte a 4°C.
2. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-0.05% Tween 20, pH 7.4 (PBS-T). Incubare per 30
minuti a temperatura ambiente con 0.1ml di 1% BSA PBS-T. Lavare per 3 volte con
PBS-T.
3. Usare diluizioni al raddoppio dello standard Asp f 1 per costruire la curva di controllo. Le
diluizioni della curva di controllo vanno da 250ng a 0.5ng/ml dello standard Der f 1.
Pipettare 20µl dello standard Asp f 1 in 180µl di 1% BSA PBS-T nei pozzetti A1 e B2
della piastra ELISA. Mescolare bene e trasferire 100µl lungo i pozzetti delle due righe
dove sono stati già messi 100µl di 1% BSA PBS-T al fine di avere 10 diluizioni al
raddoppio. I pozzetti A11, 12 e B11, B12 dovrebbero contenere solo 1% BSA PBS-T
come controlli. Incubare per 1 ora.
4. Aggiungere 0,1ml di campioni di allergeni diluiti e incubare per 1 ora a temperatura
ambiente. I campioni di polvere sono diluiti da 1:10 a 1:80.
5. Lavare i pozzetti per tre volte con PBS-T e aggiungere 0,1ml di anticorpo diluito di
coniglio anti-Asp f 1. La soluzione di anticorpo policlonale contiene il 50% di glicerolo e
dovrebbe essere diluita 1:1000 in 1% BSA PBS-T. Incubare per 1 ora a temperatura
ambiente.
6. Lavare i pozzetti per 3 volte e aggiungere perossidasi coniugata con IgG di capra anti
coniglio diluita 1:1000 (Jackson Laboratories Cat. # 111-036-045 o fornitore
equivalente). Incubare per 1 ora a temperatura ambiente.
7. Lavare i pozzetti per tre volte e sviluppare l’analisi aggiungendo 0.1ml di ABTS 1mM in
tampone citrato-fosfato 70mM, pH 4.2, e H2O2 ad una diluizione di 1/1000.
Leggere la piastra quando l’assorbanza a 405nm raggiunge i valori di 2.0-2.4.
34
ALLEGATO 4 G
PROTOCOLLO DI ANALISI PER ALT A 1
1. L’anticorpo monoclonale anti Alt a 1 mAb 121 è fornito purificato in HPLC e conservato
in PBS alla concentrazione di 0,1mg/ml.
Rivestire i micropozzetti delle piastre in polistirene (Immunolon II, Dynatech) con 100µl
di mAb 121 a 100µl/10ml, ad esempio una diluizione 1 a 100 dello stock, in 50mM di
carbonato-bicarbonato, pH 9.6. Incubare per tutta la notte a 4°C.
2. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-0.05% di Tween 20, pH 7.4 (PBS-T). Bloccare i
pozzetti aggiungendo 100µl di PBS-T contenenti BSA all’1%. Incubare per 1 ora a
temperatura ambiente.
Usare diluizioni al raddoppio dello standard rAlt a 1 per costruire una curva di controllo.
Le diluizioni della curva di controllo vanno da 100 a 0,2ng/ml di Alt a 1. Pipettare 20µl
dello standard Alt a 1 in 180µl di 1% BSA PBS-T nei pozzetti A1 e B1 delle righe A e B
della piastra ELISA. Mescolare bene e trasferire 100µl lungo i pozzetti delle due righe
dove sono stati già messi 100µl di 1% BSA PBS-T al fine di avere 10 diluizioni al
raddoppio. I pozzetti A12 e B12 dovrebbero contenere solo 1% BSA PBS-T come
controlli.
3. Aggiungere 0,1ml dei campioni di allergeni diluiti e incubare per un’ora a temperatura
ambiente. I campioni di polvere per l’analisi di Alt a 1 sono diluiti da 1:5 a 1:40.
4. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T, poi incubare per 1 ora con 0.1ml di anticorpo
biotinilato anti Group 1 mAb 4C1 diluito 1/1000 (equivalente a circa 10ng di anticorpo
4C1).
5. Lavare i pozzetti per 3 volte con PBS-T e aggiungere 0,1ml di anticorpo biotinilato
diluito anti Alt a 1 mAb 121. La soluzione dell’anticorpo contiene il 50% di glicerolo e
dovrebbe essere diluita 1:1000 in 1% BSA PBS-T. Incubare per 1 ora a temperatura
ambiente.
6. Lavare i pozzetti per tre volte e aggiungere 0,1ml di Streptavidina-Perossidasi (Sigma
S5512, 0.25mg ricostituiti in 1ml di acqua distillata). La streptavidina dovrebbe essere
diluita 1:1000 in 1% BSA PBS-T. Incubare per 30 minuti a temperatura ambiente.
7. Lavare i pozzetti per tre volte e sviluppare l’analisi aggiungendo 0.1ml di ABTS in
tampone citrato-fosfato 70mM, pH 4.2, e H2O2 ad una diluizione di 1/1000.
Leggere la piastra quando l’assorbanza a 405nm raggiunge i valori di 2.0-2.4.
Fly UP